L’ordre des tubes de prélèvement sanguin, aussi appelé ordre de remplissage, désigne la séquence dans laquelle les tubes doivent être prélevés lors d’une même ponction veineuse. Cet ordre concerne les flacons d’hémoculture, le tube citraté (bleu), le tube sec ou avec activateur (rouge ou jaune), le tube hépariné (vert), le tube EDTA (violet) et le tube fluorure (gris).

Le respect de cette séquence permet d’éviter la contamination croisée entre additifs et permet de garantir la qualité des échantillons sanguins.

Ce guide détaille l’ordre des tubes selon les recommandations européennes de L’EFLM (European Federation of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine), leurs couleurs de bouchon, leurs additifs, les cas particuliers de l’unité à ailettes et les erreurs à éviter.

Les différents tubes de prélèvement sanguin et leurs analyses

Les différents tubes d’analyses biologiques sont identifiables par un code couleur au niveau du bouchon. Chaque tube contient un additif différent adapté à un type d’analyse :

• Anticoagulant.

• Activateur de coagulation.

• Gel séparateur.

• Milieu de culture. 

Le choix du tube dépend de l’examen prescrit et des correspondances définies par le laboratoire. Les couleurs et indications pouvant varier selon les fabricants, il faut toujours se référer au protocole local. 

Bouchon	Additif	Analyses principales	Retournements
Flacons d’hémoculture	Milieu de culture	Recherche de bactéries ou d’autres micro-organismes dans le sang	Homogénéisation selon notice/protocole de l’établissement
Bleu clair	Citrate de sodium	Hémostase : TP/INR, TCA, fibrinogène, D-dimères	3 à 4
Or ou jaune (SST)	Activateur + gel séparateur	Biochimie, hormones, certains dosages médicamenteux	6
Rouge	Aucun additif ou activateur de coagulation selon le fabricant	Sérologies, immunologie, analyses nécessitant du sérum sans gel	0 si tube sec sans additif  5 à 6 (si activateur de coagulation)
Vert (foncé ou clair)	Héparine (avec ou sans gel)	Biochimie sur plasma : ionogramme (Na⁺, K⁺, Cl⁻), urée, créatinine, bilan hépatique	8 à 10
Violet	EDTA	NFS, plaquettes, HbA1c, groupe sanguin/RAI selon laboratoire	8 à 10
Gris	Fluorure + anticoagulant	Glycémie, lactate, alcoolémie selon laboratoire	8 à 10

Source : BD Vacutainer notice fabricant¹, BD Vacutainer tube guide and recommended order of draw².

Ordre des tubes de prélèvement sanguin

Lorsque plusieurs tubes sont prélevés lors d’une même prise de sang, ils doivent l’être dans un ordre précis. Cet ordre permet d’éviter les contaminations croisées entre additifs et de préserver la fiabilité des résultats. Par exemple, l’EDTA du tube violet peut contaminer un tube hépariné et fausser un dosage de potassium ou de calcium.³

Les recommandations européennes préconisent l’ordre suivant : ³

1. Flacons d’hémoculture (avec unité à ailettes : flacon aérobie, puis anaérobie).
2. Tube bleu (citraté).
3. Tube or/jaune ou tube rouge (sec ou avec activateur de coagulation SST).
4. Tube vert (hépariné).
5. Tube violet (EDTA).
6. Tube gris (avec inhibiteur de glycolyse).
7. Autres tubes à prélever.

Le cas particulier du tube de purge

Lorsqu’une unité à ailettes est utilisée, la tubulure du dispositif contient de l’air. Si le premier tube prélevé aspire cet air, son remplissage est faussé. Trois cas sont à distinguer : ³

• Aiguille droite : aucun tube de purge n’est nécessaire, quel que soit l’ordre des tubes.

• Unité à ailettes avec hémocultures en premier : aucun tube de purge n’est nécessaire. Le volume prélevé pour les flacons d’hémoculture remplit la tubulure et joue naturellement ce rôle avant l’arrivée au tube citraté.

• Unité à ailettes sans hémocultures, avec tube citraté en premier : un tube de purge (tube sec ou tube de rejet, non complètement rempli) doit être prélevé avant le tube citraté d’analyse pour chasser l’air de la tubulure.

Les hémocultures obéissent à un protocole spécifique (désinfection des bouchons, volumétrie, gestion des faux positifs) détaillé dans notre article sur le prélèvement d’hémocultures.

Homogénéisation et remplissage des tubes

Après le prélèvement, les tubes contenant un additif doivent être retournés doucement, sans les agiter vigoureusement, afin d’homogénéiser le sang et l’additif. Une inversion correspond à une rotation à 180°, puis un retour en position verticale.² 

Chaque tube avec additif doit être retourné une première fois immédiatement après son retrait du corps de prélèvement, puis homogénéisé par au moins 4 inversions supplémentaires à la fin du prélèvement, soit au moins 5 inversions au total.³  Le nombre final de retournements doit ensuite être adapté aux recommandations du fabricant, certains tubes nécessitant 8 à 10 inversions. 

Ne jamais secouer les tubes : une agitation vigoureuse peut favoriser la formation de mousse ou l’hémolyse et fausser les résultats.¹

Remplissage du tube

Tous les tubes doivent être remplis selon le volume prévu par le fabricant et le laboratoire. Un volume insuffisant peut rendre l’échantillon non conforme ou empêcher la réalisation de l’analyse. 

Le tube citraté (bleu) doit être rempli jusqu’à l’indicateur minimal gravé à 360° sur le tube. Un sous-remplissage fausse le ratio anticoagulant/sang et rend les résultats de coagulation ininterprétables.¹

Dosage du lithium

Ne jamais utiliser un tube contenant de l’héparine de lithium pour le dosage du lithium.¹ Ce dosage se fait notamment sur un tube ne contenant pas d’héparine de lithium, selon le protocole du laboratoire.

Le délai d’acheminement au laboratoire

Les conditions et délais d’acheminement dépendent de l’analyse demandée et doivent respecter le protocole du laboratoire de l’établissement. À titre d’exemple, le manuel de prélèvement du CH de Bourges donne les repères suivants pour la biologie courante : ⁴

• Ionogramme, urée, créatinine, TP/INR, TCA, glycémie : acheminement à température ambiante (15-25 °C), délai < 4 heures.

• NFS : acheminement à température ambiante, délai < 12 heures.

• Hémocultures : acheminement à température ambiante, délai < 24 heures. Ne jamais placer au réfrigérateur.

Après un prélèvement veineux courant, les tubes sont généralement conservés à température ambiante (15 à 25 °C) et acheminés rapidement au laboratoire. Ils ne doivent pas être placés systématiquement au réfrigérateur. Certaines analyses (ammoniaque, gaz du sang, notamment) nécessitent des conditions particulières.

Erreurs fréquentes d’ordre et de manipulation des tubes

Une erreur d’ordre ou de manipulation des tubes peut rendre l’échantillon inexploitable et imposer un nouveau prélèvement.

Les principales erreurs à éviter : ^3,5

• Ne pas respecter l’ordre de prélèvement (contamination croisée entre additifs).

• Utiliser un tube inadapté à l’analyse demandée.

• Remplir insuffisamment du tube, particulièrement critique pour le tube citraté.

• Ne pas homogénéiser correctement le tube (formation de caillots).

• Agiter vigoureusement (hémolyse et formation de mousse).

• Utiliser un tube contenant de l’héparine de lithium pour un dosage du lithium.

• Transvaser du sang d’un tube vers un autre : ce geste expose à une contamination par additif et rend l’échantillon non conforme. 

En cas de non-conformité constatée après le prélèvement, ne pas chercher à la corriger seul. La signaler et contacter le laboratoire pour déterminer si l’échantillon reste exploitable ou si un nouveau prélèvement est nécessaire.

Pour la technique complète du geste, le choix du dispositif et la conduite à tenir face aux complications, consultez notre guide infirmier sur le prélèvement sanguin veineux.

Conclusion

L’ordre des tubes de prélèvement sanguin limite le risque de contamination croisée entre additifs et participe à la fiabilité des résultats biologiques. Après les hémocultures, l’ordre courant est : tube citraté, tube sérum, tube hépariné, tube EDTA, puis tube fluorure. Le choix du tube, le nombre de retournements et les conditions d’acheminement doivent toujours suivre les recommandations du fabricant et du laboratoire.

Remerciements

Nous tenons à remercier Isabelle BATAILLE (cadre de santé et formatrice en IFSI), Aude PALLIER (formatrice et référente en santé), Marielle LABORDE (formatrice en santé), Badia JABRANE (directrice pédagogique) et Carole PALLARES (infirmière hygiéniste) pour leur relecture et leur contribution à la qualité pédagogique des contenus. 

Chez Réussis ton IFSI, nous nous engageons à proposer des contenus fiables et conformes aux recommandations en vigueur. En complément de l’expertise de notre équipe, nous sollicitons des professionnel(le)s extérieur(e)s qualifié(e)s qui enrichissent nos articles de leur regard clinique.

Références bibliographiques

1. Becton Dickinson (BD) (2024). Vacutainer® Evacuated Blood Collection System.
2. Becton Dickinson (BD) (2024). BD tube guide and recommended order of draw.
3. Simundic, A.-M. et al. (2018). Joint EFLM-COLABIOCLI Recommendation for venous blood sampling: v 1.1, June 2018. Clin. Chem. Lab. Med. CCLM 56, 2015–2038.
4. Centre hospitalier Jacques Cœur de Bourges (2025). Manuel de prélèvement du laboratoire.
5. Chang, J. et al. (2025). Standards and Practice Guidelines for Venous Blood Collection: Consensus Recommendations from the Korean Society for Laboratory Medicine. Ann. Lab. Med. 45, 343–357.